Диссертация: РАЗРАБОТКА ОПТИМАЛЬНОЙ СХЕМЫ ИНФЕКЦИОННОЙ БЕЗОПАСНОСТИ ДОНОРСКИХ ГЕМОКОМПОНЕНТОВ ПРИ ПОЭТАПНОМ ВНЕДРЕНИИ СОВРЕМЕННЫХ ТЕХНОЛОГИЙ В СЛУЖБЕ КРОВИ АЛТАЙСКОГО КРАЯ
Елыкомов Илья Валерьевич
РАЗРАБОТКА ОПТИМАЛЬНОЙ СХЕМЫ ИНФЕКЦИОННОЙ
БЕЗОПАСНОСТИ ДОНОРСКИХ ГЕМОКОМПОНЕНТОВ
ПРИ ПОЭТАПНОМ ВНЕДРЕНИИ СОВРЕМЕННЫХ
ТЕХНОЛОГИЙ В СЛУЖБЕ КРОВИ АЛТАЙСКОГО КРАЯ
14.01.21 – Гематология и переливание крови
АВТОРЕФЕРАТ
диссертации на соискание ученой степени
кандидата медицинских наук
Дата добавления на сайт: 03 апреля 2024
На правах рукописи
Елыкомов Илья Валерьевич
РАЗРАБОТКА ОПТИМАЛЬНОЙ СХЕМЫ ИНФЕКЦИОННОЙ БЕЗОПАСНОСТИ ДОНОРСКИХ ГЕМОКОМПОНЕНТОВ ПРИ ПОЭТАПНОМ ВНЕДРЕНИИ СОВРЕМЕННЫХ ТЕХНОЛОГИЙ В СЛУЖБЕ КРОВИ АЛТАЙСКОГО КРАЯ
14.01.21 – Гематология и переливание крови
АВТОРЕФЕРАТ
диссертации на соискание ученой степени
кандидата медицинских наук
Барнаул – 2010
Работа выполнена в ГОУ ВПО «Алтайский государственныймедицинский университет» Министерства здравоохранения и социального развития Российской Федерации
Научный руководитель:доктор медицинских наук, профессор,
заслуженный работник высшей школы России
Лычев Валерий Германович
Официальные оппоненты:доктор медицинских наук, профессор
Поспелова Татьяна Ивановна
доктор медицинских наук, профессор
Распопова Евгения Алексеевна
Ведущая организация:Гематологический научный центр РАМН,
Москва
Защита диссертации состоится «17» февраля 2010 г. в 10-00 часов на заседании диссертационного совета Д 208.002.01 при ГОУ ВПО «Алтайский государственный медицинский университет» по адресу: 656038, г. Барнаул, пр. Ленина, 40.
С диссертацией можно ознакомиться в библиотеке Алтайского государственного медицинского университета по адресу: 656031, г. Барнаул, ул. Папанинцев, 126.
Автореферат размещен на сайте университета www. agmu.ru.
Автореферат разослан «15» января 2010 г.
Ученый секретарь
диссертационного совета
доктор медицинских наук, профессор Е.И. Буевич
ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА РАБОТЫ
Актуальность проблемы. Вопросы обеспечения безопасности вливаний компонентов донорской крови реципиентам до настоящего времени являются одними из самых сложных в трансфузиологии. В последние годы прошлого столетия выявилась проблема, связанная со значительным увеличением частоты встречаемости ВИЧ-инфекции и вирусных гепатитов В и С у доноров крови и плазмы (Nubling C. et al., 1995; Голосова Т.В. и соавт., 1997; Поспелова Т.И. и соавт., 1999; Muller-Breitkreutz K., 2000; Осипов Д.А., 2006; Dorrel L., 2008).
Данная проблема явилась следствием общей тенденции к возрастанию в мире и Российской Федерации числа зараженных ВИЧ и вирусными гепатитами В, С и соответствующим нарастанием частоты встречаемости этих инфекций как в донорской крови и плазме, так и у трансфузионнозависимых больных (Peng L. et al., 1994; AuBuchon J. et al., 1997; Gluck D. et al., 1998; Косов А.И. и соавт., 2001; Рубин Л.К., 2003; Мамедов М.К., 2006; Manucci P.M., 2008). Тем самым реципиенты компонентов и препаратов крови оказались в недостаточной мере защищены от гемотрансмиссивных инфекций.
Большинство исследователей основным источником передачи инфекций считают бессимптомных носителей, которые могут быть потенциальными донорами с отсутствием каких-либо проявлений заболеваний (Maple P. et al., 1994; Шахгильдян И.В. и соавт., 1999; Humpe A. et al., 2000; Федоров Н.А. и соавт., 2001; Колосков А.В., 2005, Shariatmadar S. et al., 2007). Это приводит к быстрому распространению данных инфекций в группах высокого риска.
Высокий риск инфицирования характерен для больных наркоманией, лиц, имеющих гемотрансфузионный анамнез, случайные половые связи, гомосексуалистов, а также некоторых категорий медицинских работников из отделений гемодиализа, гематологии, станций переливания крови. При этом главным механизмом передачи возбудителей является парентеральный (Михайлов М.И., 1997; Sherlock S. et al., 1997; Ястребова О.Н., 2000; Воробьёв А.И., 2003; Осипов Д.А., 2006; Slechitova J., 2008).
Новые возможности лабораторной диагностики, в частности NAT-технологии, а также вакцинация населения против гемотрансмиссивных инфекций, вирусинактивация донорской плазмы позволяют уменьшить посттрансфузионный риск инфицирования реципиентов (Федоров Н.А, 1996; Roth W. et al., 1999; Tabor E. et al., 2002; Kirschberg O., Schutter C., 2004).
Вместе с тем, по сообщениям ряда авторов, применение монотехнологий, в частности NAT-генотипирования, не исключает возможности заражения реципиентов крови гемотрансмиссивными инфекциями. Остаточный риск инфицирования составляет по вирусным гепатитам В и С, а также ВИЧ от 1 : 77000 до 1 : 3100000 NAT-исследований в европейских странах и США (Shreiber G. et al., 1996; Kleinmann S. et al., 1997; Gluck D. et al., 1997; Dodd R. et al., 2002; Stramer S. et al., 2004; Федоров Н.А. и соавт., 2004). Это связано с пресероконверсионным этапом инкубационного периода инфекций, когда титр вируса в крови еще очень низкий, а лимитирующими факторами исследования остаются: качество тестируемого материала, наличие ингибиторов, методы экстракции нуклеиновых кислот и температурный режим проведения полимеразно-цепной реакции. Так, для гепатита В данный пресероконверсионный период может составлять около 1,5 месяцев, для гепатита С – до 1 месяца, по ВИЧ-инфекции – не менее 10 дней (Ёлов А.А., 2004; Stramer S., 2004; Гармаева Т.Ц., 2006; Голосова Т.В. и соавт., 2007).
В рамках реализации Приоритетного национального проекта «Здоровье» уже начато внедрение метода вирусной инактивации донорской плазмы на основе ультрафиолетового облучения, обработанной метиленовым синим донорской плазмы. ГУЗ «Алтайская краевая станция переливания крови» (АКСПК) использует эту технологию с 2009 г.
Между тем, несмотря на эффективность фотоинактивации вирусных патогенов, высокая затратность данной технологии требует определения наиболее эффективной точки ее приложения в системе мер по обеспечению инфекционной безопасности компонентов донорской крови (Вечерко А.В. и соавт. 2007). Нет достоверных данных об эффективных вакцинах против гепатита С и ВИЧ (Лаптев В.В., Чечеткин А.В., 2007; Dorrel L., 2008).
Впервые в Российской Федерации в повседневную практику службы крови 6-месячная карантинизация донорской плазмы была введена с 1999 г., а двухкомпонентная параллельная карантинизация замороженных гемокомпонентов – с 2000 г. (Елыкомов В.А. с соавт., 2003, Шойхет Т.Ю., 2003). Нами также было предложено понятие «вторичного абсолютного брака» донорской крови как выявленного в период серонегативного окна карантинизации крови (Елыкомов В.А. и соавт., 2004).
Проведение программы карантинизации позволяет дополнительно выявлять инфицированные образцы вторичного брака, что указывает на недостаточность исследования донора при первой донации (Елыкомов В.А. и соавт., 2003; Попкова Н.Г. и соавт., 2005; Вершинина О.А. и соавт., 2007).
Вместе с тем неявка части доноров на повторные исследования в процессе карантинизации их гемокомпонентов оказалась сложной проблемой и потребовала разработки как новых подходов к организации локальной и выездной работы станций переливания крови, так и внедрения новых производственных технологий и углубленных лабораторных исследований (Черепанова Е.А., 2003; Индюшкина Т.Н. и соавт., 2007; Карякин А.В. и соавт., 2007).
Таким образом, несмотря на широкое внедрение в службе крови принципиально важных мероприятий по снижению гемотрансфузионного риска, промышленная схема инфекционной безопасности донорских гемокомпонентов с учетом возможностей NAT-генотипирования и вирусинактивации до настоящего времени не разработана.
Цель диссертационного исследования – разработать оптимальную схему инфекционной безопасности компонентов донорской крови при поэтапном внедрении современных технологий в службе крови.
Задачи исследования
1) оценить структуру и количественные характеристики первичного и вторичного инфекционного брака донорской крови;
2) оценить эффективность параллельной и однокомпонентной промышленных систем карантинизации донорских гемокомпонентов;
3) сравнить эффективность 3- и 6-месячного сроков хранения донорских гемокомпонентов в карантине;
4) оценить роль ПЦР-скрининга доноров в период серонегативного окна на гемотрансмиссивные инфекции в схеме обеспечения вирус-безопасности крови;
5) определить показания к применению технологии вирусной инактивации патогенов в плазме в схеме обеспечения инфекционной безопасности донорской крови;
6) разработать подходы к оптимальному применению технологий карантинизации, NAT-генотипирования и вирусной инактивации компонентов донорских гемокомпонентов в промышленной схеме обеспечения инфекционной безопасности крови.
Научная новизна. Впервые разработана схема промышленной технологии обеспечения инфекционной гемотрансфузионной безопасности, основанная на рациональной интеграции NAT-генотипирования, технологии параллельной двухкомпонентной карантинизации и вирусной инактивации патогенов донорской крови, которую на сегодняшнем этапе можно считать оптимальной. Впервые доказано преимущество параллельной двухкомпонентной карантинизации донорских эритроцитсодержащих сред и плазмы перед однокомпонентной карантинизацией плазмы в обеспечении инфекционной безопасности донорской крови. Впервые показан помесячный прирост частоты выявления маркеров гемотрансмиссивных инфекций в течение полугодового карантина донорской крови. Установлено, что срок карантина крови в 6 месяцев значительно увеличивает его эффективность против 3-месячного хранения гемокомпонентов.
Практическая значимость работы:
Разработаны базисная и оптимальная схемы обеспечения инфекционной безопасности компонентов донорской крови, основанные на технологии параллельной карантинизации с рациональной интеграцией NAT-генотипирования и процедуры вирусной инактивации патогенов в плазме крови.
Применение технологии параллельной карантинизации компонентов донорской крови привело к снижению поступления в лечебную сеть Алтайского края контаминированных по гемотрансмиссивным инфекциям образцов крови.
Скрининговое NAT-генотипирование компонентов крови, не прошедших процедуру карантинизации, существенно снижает остаточный риск посттрансфузионного инфицирования.
Разработанная схема карантинизации позволяет оптимизировать процесс обеспечения вирусной безопасности гемокомпонентов и использовать ее не только на станциях переливания крови и центрах крови, но и в отделениях переливания крови.
Показана информативность определения АЛТ у доноров крови и ее компонентов в учреждениях службы крови как косвенного маркера инфицирования вирусными гепатитами В и С.
Основные положения, выносимые на защиту:
Использование ПЦР-скрининга позволяет дополнительно выявлять маркеры гемотрансмиссивных инфекций в образцах крови, заготовленных от доноров, находящихся в периоде серонегативного окна.
Эффективность метода карантинизации крови существенно повышается при введении параллельного хранения плазмы и эритроцитсодержащих компонентов каждого донора не менее 6 месяцев.
Оптимальная схема обеспечения инфекционной безопасности донорской крови основана на клинико-лабораторном контроле с входным ПЦР-скринингом доноров, карантинизации гемокомпонентов и вирусной инактивации плазмы.
Внедрение в практику. В практику службы крови Алтайского края, Новосибирской, Кемеровской и Томской областей внедрены усовершенствованные методы карантинизации плазмы и эритроцитов, входной ПЦР-контроль. Дополнительная вирусинактивация плазмы внедрена в практику работы АКСПК. Основные положения диссертации используются в учебном процессе на кафедре гематологии и трансфузиологии факультета усовершенствования врачей ГОУ ВПО «Алтайский государственный медицинский университет» (АГМУ) и в Алтайском филиале ГНЦ РАМН.
Апробация материалов диссертации. Основные положения работы доложены и обсуждены на научных конференциях общества трансфузиологов Сибирского федерального округа (Барнаул, 2002, 2005; Мыски, 2004), 61-й и 62-й Всероссийских конференциях молодых ученых и студентов (Екатеринбург, 2006, 2007). Материалы диссертации использованы в работе по научному гранту, одобренному комиссиями ГНО «Фонд содействия развитию малых форм предприятий в научно-технической сфере» (Барнаул, 2007; Екатеринбург, 2007, 2008).
Публикации. По теме диссертации опубликовано 5 научных работ, в том числе одна в рецензируемом журнале, рекомендованном ВАК.
Личный вклад автора. Автором лично собран первичный материал по донорским учетным записям и записям отведенных от донации лиц, проведено формирование исследуемых групп. Разработаны и предложены к использованию базисная и оптимальная схемы инфекционной безопасности крови. Предложен рациональный способ интеграции NAT-генотипирования и вирусной инактивации плазмы в оптимальную схему обеспечения инфекционной безопасности крови. Проведена статистическая обработка материала, написание статей и методического пособия.
Структура и объем диссертации. Диссертация изложена на 159 страницах машинописного текста. Работа состоит из введения, 9 глав (включающих обзор литературы, анализ материалов и методов исследования, изложения собственных результатов исследования), обсуждения результатов, заключения, выводов, практических рекомендаций, приложения, библиографического списка, который содержит 211 отечественных источников и 218 иностранных. Диссертация иллюстрирована 18 таблицами и 11 рисунками.
МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ
Группу обследуемых составили 358973 человека, допущенных к сдаче крови и плазмы в учреждениях службы крови Алтайского края. Гемокомпоненты 330542 доноров после проведения первичного лабораторного обследования были заложены на карантин, т.е. составили основу исследования по карантинизации. При этом гемокомпоненты остальных 28431 донора были сразу отбракованы и утилизированы в соответствии с нормативными документами службы крови и учитывались отдельно.
Материалом для исследований, как указано в дизайне работы, послужили донорские учетные записи в период с 1999 по 2009 г. Исследования проведены на базе АГМУ и государственных учреждений здравоохранения Алтайского края: АКСПК, БСПК (Бийская станция переливания крови), РСПК (Рубцовская станция переливания крови).
Группа доноров не была статичной и ежегодно обновлялась за счет новых доноров. У 330542 доноров (с учетом вторичного брака) было проведено 885402 донации (2,7 донаций на 1 донора). Перед каждой донацией доноров обследовали в соответствии с обязательными отраслевыми нормативными документами. При отсутствии маркеров гепатитов В и С, ВИЧ и сифилиса, повышения АЛТ и билирубина образцы гемокомпонентов закладывались на 6-месячное хранение.
Дизайн исследования. Общее количество обследованных лиц (n=358973). Проанализировано 327084 донорских учетных записи и 31889 записей отведенных от донации лиц (с учетом вторичного брака). Женщин – 189741 (58,01%), мужчин – 137343 (41,99%), возраст от 18 до 63 лет. Группа до 30 лет – 154155 (47,13%), старше 30 лет – 172929 (52,87%). Кадровые доноры – 279199 (85,36%), доноры резерва – 48047 (14,64%). Первичные доноры – 105518 (31,91%), повторные кроводачи – 225156 (68,09%).
Основными принципами выделения групп исследования были: получение допуска к донации крови и разрешение на применение гемокомпонентов в лечебной сети или запрет к донации и применению крови. Критерии включения в исследования были определены в связи с необходимостью оценки предполагаемого остаточного риска инфицирования гемокомпонентами при использовании начальной, базисной и оптимальной схем инфекционной безопасности. Для разработки схем инфекционной безопасности проведено динамическое исследование и сравнение групп доноров до карантинизации крови, в процессе применения карантина и после дополнительного введения входного ПЦР-контроля.
В исследовании доноры были сгруппированы следующим образом:1) доноры нативных компонентов крови (n=330542); 2) доноры карантинизированных гемокомпонентов (n=225066); 3) доноры, обследованные ПЦР-контролем (n=157547).
Отведенные от донации лица (n=31889) были разделены на группы, в которых исследован первичный абсолютный и относительный брак крови и аналогично – вторичный брак донорской крови: 1) первично отведенные по относительным показаниям (n=11774); 2) первично отведенные по абсолютным показаниям (n=16657); 3) вторично отведенные по абсолютным показаниям (n=3458).
Схематично этапы исследования представлены в виде рисунка 1.
Логика исследований
Рис. 1. Этапы исследования
Исследование посвящено изменению и поэтапному усовершенствованию системы обеспечения населения безопасными компонентами крови в Алтайском крае с 1999 по 2009 г. В работе представлены подходы к формированию схем обеспечения вирусной безопасности гемотрансфузий в условиях «промышленной» заготовки компонентов крови в Алтайском крае. Работа одобрена этическим комитетом АГМУ.
До 1999 г. в службе крови края использовалась начальная схема инфекционной безопасности, основанная на первичном клинико-лабораторном исследовании доноров. Оно включало анализ данных единого донорского центра, лабораторный скрининг маркеров инфекций.
Отведение от донаций производилось на основе обнаружения данных о гемотрансмиссивных инфекциях у донора в анамнезе, а выбраковка образцов гемопрепаратов и их утилизация – на основе лабораторных исследований, в первую очередь ИФА-маркеров ВИЧ, гепатитов В, С и сифилиса. Эта начальная схема обеспечения безопасности донорской крови не учитывала период серонегативного окна. В 1999 г. на ГУЗ АКСПК впервые была внедрена методика карантинизации плазмы, что послужило предпосылкой к широким исследованиям и промышленному внедрению этой технологии.
Первый этап исследования – с 2000 по 2006 г. – посвящен оценке остаточного гемотрансфузионного риска при промышленном использовании начальной схемы и разработке базисной схемы инфекционной безопасности крови. С 2000 г., наряду с общепринятыми методами обеспечения безопасности донорской крови, разработана и внедрена технология параллельной карантинизации свежезамороженной плазмы и эритроцитной массы. За время исследования обоснованы понятия «первичного» и «вторичного» брака донорской крови.
Первичный брак донорской крови – это суммарная частота выявленных маркеров гемотрансмиссивных инфекций (гепатитов В и С, ВИЧ, сифилиса) при стандартном исследовании лиц перед донацией.
Вторичный брак донорской крови – это суммарная частота дополнительно выявленных маркеров гемотрансмиссивных инфекций (гепатитов В и С, ВИЧ, сифилиса) у доноров в период хранения образцов крови в карантине.
Доноры, чьи гемокомпоненты были заложены на карантин, при последующих донациях обследовались в обычном режиме. Если выявлялись маркеры инфекций, то уничтожались и настоящий образец, и образцы, находящиеся на хранении в карантине.
На базе результатов выявления маркеров гемотрансмиссивных инфекций при карантине донорских гемокомпонентов от 1 до 6 месяцев выработан достаточный срок длительности процедуры хранения в карантине. Также оценена роль АЛТ как косвенного маркера гемотрансмиссивных инфекций.
На втором этапе – с 2007 по 2009 г. – на основе полученных данных о количестве не пришедших на повторное исследование доноров определен остаточный риск инфицирования реципиентов компонентами крови, не прошедшими карантин. Для минимизации риска к базисной схеме добавлен метод входного NAT-генотипирования (ПЦР-диагностики) компонентов донорской крови. В пилотном исследовании оценено диагностическое значение NAT-технологии в ИФА-положительных и ИФА-отрицательных случаях.
В 2009 г. в рамках реализации сегмента Приоритетного национального проекта «Здоровье» в крае применена технология УФО-облучения плазмы, обработанной метиленовым синим. На основе оценки остаточного гемотрансфузионного риска разработана и предложена к внедрению оптимальная схема инфекционной безопасности донорской крови.
На всех этапах исследовались: первичный брак донорской крови, вторичный брак ее компонентов, количество выявленных потенциально зараженных образцов во время карантинизации и остаточный риск инфицирования гемокомпонентов.
Обследование доноров проводили в соответствии с нормативными приказами Минздравсоцразвития для службы крови (приказы №282 от 28.09.98 г., №286 от 07.12.93 г., №193 от 07.05.2003 г., №364 от 14.09.2001 г.).
Обследование включало клинические исследования, изучение краевых электронных баз данных доноров, инфекционных больных и их контактных лиц. Лабораторные исследования включали, наряду с общепринятыми для доноров методиками общего и биохимического анализа крови, ИФА-исследование на сифилис, гепатиты В, С и ВИЧ и ПЦР-диагностику гепатитов В, С и ВИЧ-инфекции. В ИФА-методах использованы тест-системы производителей «OrganonTeknika», «Biomerieux», «Bio-Rad», «Вектор Бест», «ЭКОлаб», «Медико-биологический союз». При ПЦР-исследованиях использовался амплификатор С1000 в режиме «реального времени».
При обработке полученных результатов были использованы современные методы статистической обработки, оценки достоверности различий показателей между группами определялись по критерию Стьюдента (t) с вычислением показателя статистической достоверности (р). Достоверность также рассчитывалась по распределению Фарадея для крупных чисел. Кроме этого, применяли непараметрический метод Вилкоксона. Для статистической обработки результатов исследования использовали персональный компьютер IBМ PC с применением пакета программ Microsoft Office (Microsoft Excel XP, Microsoft Access XP), математические и статистические программы Mathematica 5.1 и SPSS 13.
РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ
На первом этапе исследования широкое внедрение параллельной бикомпонентной карантинизации крови и своевременные медотводы от донаций по единой компьютерной базе данных доноров края привели к снижению в течение 7 лет суммарного первичного брака донорской крови с учетом всех исследуемых параметров с 9,0 до 6,5%. Первичный брак по маркерам гемотрансмиссивных инфекций ВИЧ, гепатитов В, С и сифилиса в среднем за это время составил 4,64±0,13%. Уменьшение суммарного брака напрямую связано со снижением выявления частоты маркеров инфекций у доноров с 4,95 до 2,95% (рСтруктура брака донорских гемокомпонентов
0,02
0,03*
0,02*
0,03*
0,03*
0,03*
0,03*
0,01*
0,02*
0,02*
0,03*
0,03*
0,01
0,01*
0,03*
0,04*
0,04*
0,05*
0,05
0,12*
0,14*
0,11*
0,13*
0,12*
0,11*
0,12*
0,17*
0,14*
0,15*
0,14*
0,16*
Таким образом, остаточный риск инфицирования по трем гемотрансмиссивным инфекциям в ИФА-отрицательных образцах составил 9,5 : 100000 исследований.
При решении поставленной задачи по исследованию наличия нуклеиновых кислот ВИЧ, ВГВ и ВГС методом ПЦР в заведомо ИФА-положительных и ИФА-отрицательных образцах гемокомпонентов доноров можно предположить, что NAT-технология не может быть единственным референтным методом оценки остаточного риска инфицирования гемокомпонентов. Подтверждением тому служат и данные мировой литературы, в которых также указаны случаи заражения через компоненты донорской крови, проверенные методом ПЦР (Prati D., 2006; Stramer S.L., 2007; Arico M., 2008).
При ретроспективной оценке этих ПЦР-положительных, но ИФА-отрицательных на гемотрансмиссивные инфекции проб донорской крови, оказалось, что из 15 случаев инфекты чаще выявлены не у первичных доноров, а при последующих их кроводачах. При этом первые образцы их гемокомпонентов находились на карантинном хранении (табл. 6.)
Таблица 6
Динамическое исследование ПЦР-методом у ИФА-отрицательных на гемотрансмиссивные инфекции доноров
| Исследуемый параметр, метод ПЦР | Первичные доноры | Доноры 2-йи более кроводач |
| ВИЧ | 1 | 0 |
| Гепатит В | 0 | 1 |
| Гепатит С | 3 | 10 |
| Всего | 4 | 11 |
Таким образом, при разработке схем обеспечения вирусной безопасности в трансфузиологии необходимо учитывать возможные недостатки диагностических лабораторных методов. В связи с наличием остаточного риска инфицирования донорской крови после использования каждого из методов, на наш взгляд, надо применять комплексное исследование, при котором эти недостатки методов ИФА и ПЦР-диагностики будут взаимно минимизированы. Не следует забывать, что нормативными документами Службы крови Российской Федерации регламентированы исследования только на вышеперечисленные инфекции, хотя гемотрансмиссивных инфектов значительно больше.
Карантинизация донорской крови предоставляет дополнительные временные, ситуационные и клинико-лабораторные возможности для наилучшей реализации диагностического этапа обеспечения безопасности гемотрансфузий.
Несмотря на совершенствование процедур обследования доноров крови, передача инфекционных агентов с гемокомпонентами, как было приведено нами выше, остается реальным риском. Этот риск может быть сведен до минимального за счет внедрения процедур вирусинактивации гемокомпонентов. В мировой практике для этих целей используется несколько основных обеззараживающих систем: солвент-детергентные методы, использование различных рН-контрастных методик, применение принципа фотоинактивации вирусов и другие.
В 2009 г. Алтайский край был выбран Министерством здравоохранения и социального развития Российской Федерации одной из экспериментальных площадок реализации в стране сегмента Приоритетного национального проекта «Здоровье», его раздела «Кровь». В рамках этого проекта на АКСПК поставлена и внедрена в практику система инактивации вирусов в плазме крови «ТЕРАФЛЕКС-МБ-ПЛАЗМА» – совместная разработка «ТЕРАФЛЕКС» компанией «МакоФарма» и рядом российских научно-исследовательских институтов: ФГУ «Российский ордена Трудового Красного Знамени, ордена Дружбы народов научно-исследовательский институт гематологии и трансфузиологии Росмедтехнологий», ГУ «Научно-исследовательский институт гриппа РАМН», ГУ «Гематологический научный центр РАМН», ГУ «Научно-исследовательский институт полиомиелита и вирусных энцефалитов им. М.П. Чумакова РАМН», ГУ «Научный центр акушерства, гинекологии и перинатологии РАМН», ГУ «Российский национальный центр хирургии РАМН».
В рамках продукции «ТЕРАФЛЕКС» разработан соответствующий аппарат «МАКОТРОНИК», который, используя принцип фотоинактивации вирусов метиленовым синим, позволяет уничтожить гемотрансмиссивные агенты ВИЧ, гепатитов В и С и другие в одной дозе донорской плазмы.
Апробация данной системы показала, что методика «ТЕРАФЛЕКС-МБ-ПЛАЗМА» легко воспроизводима в условиях станции переливания крови. Вирусинактивация оказалась возможной как в только что заготовленной плазме, так и в размороженной плазме. Вместе с тем выяснилось, что система «ТЕРАФЛЕКС-МБ-ПЛАЗМА» – достаточно дорогостоящая методика обеспечения вирусной безопасности. Она лимитирована и возможностью обеззараживать только плазму, тогда как клеточные донорские среды остаются при изолированном ее применении с остаточным риском инфицирования гемотрансмиссивными инфекциями ВИЧ, гепатитами В и С.
Безопасность гемотрансфузий в Российской Федерации осуществляется на основе регламентирующей нормативной документации Минздравсоцразвития, включающей принципиальные блоки: тщательный отбор доноров, лабораторное определение у них иммуногематологического статуса и маркеров гемотрансмиссивных инфекций, применение медицинских технологий карантинизации, фильтрации и вирусинактивации плазмы.
Тем не менее инфекционная безопасность донорской крови обеспечивается региональными станциями переливания и центрами крови самостоятельно с учетом отдельных, а не всех принципиально важных технологий. Примерами тому служат: разрешенная технология карантинизации, которая используется большинством СПК только для карантина СЗП, а не всех гемокомпонентов. Также ПЦР-обследование проводится только у доноров плазмы для фракционирования, а не при всех донациях. Вирусинактивация плазмы ограниченно проводится в отдельных регионах страны.
В связи с разработкой оптимальной схемы обеспечения инфекционной безопасности донорских гемокомпонентов на основе поэтапного внедрения методов их противовирусной защиты нами были проанализированы основные этапы внедрения технологий вирусной безопасности гемотрансфузий в Алтайском крае. На рисунках 6–8 представлены три схемы, соответствующие этим этапам: «начальная» – с использованием ИФА-метода диагностики доноров, «базисная» – с дополнительным применением параллельного карантина плазмы и эритроцитов, и «оптимальная» – с включением ПЦР-диагностики и вирусинактивации.
Рис. 6. Начальная схема обеспечения безопасности донорской крови
При использовании начальной схемы среди первично отведенных доноров было 28431 человек от всех 358973 доноров (7,92%). Эти лица были обнаружены на аналитическом этапе диагностики. Из них по относительным показаниям на этом этапе было отведено 11774 человека (3,28%). Первичное обследование доноров включает преаналитический этап с медотводами при входном контроле и клиническом обследовании и аналитический этап, где идет выбраковка образцов гемопрепаратов и их утилизация на основе лабораторных исследований, в первую очередь ИФА-маркеров ВИЧ, гепатитов В, С и сифилиса. Эта начальная схема обеспечения безопасности донорской крови не учитывает период серонегативного окна.
Образцы донорских гемокопонентов, выданные службой крови края до 1999 г., имели максимальный остаточный риск инфицирования по всем донорским гемокомпонентам. Об этом свидетельствуют данные, полученные в процессе карантинизации.
За семь лет (до 2007 г.) целенаправленной работы службы крови края по внедрению промышленной двухкомпонентной системы карантинизации донорской крови выявлено 6976 доз гемокомпонентов от 3458 потенциально зараженных доноров (с ИФА-маркерами ВИЧ, гепатитов В, С и сифилиса), что составляет 1,5% от доноров, пришедших на повторное обследование.
Базисная схема обеспечения безопасности донорской крови (рис. 7) как раз и обоснована этим количеством потенциально зараженных гемокомпонентов, не пропущенных в лечебную сеть и в производство иммунобиологических препаратов. Схема достаточно проста, экономична и воспроизводима не только на региональных СПК и центрах крови, но и в отделениях переливания крови больниц, где замороженные образцы хранятся в электрохолодильниках при умеренно низкой температуре (–40 оС).
Вместе с тем существенным недостатком технологии карантинизации является неявка доноров на повторные обследования. В нашей работе на повторное исследование (данные 7 лет) не явилось 31,9% доноров. Приказом МЗ РФ №193 от 07.05.2003 г. «О внедрении в практику работы службы крови в Российской Федерации метода карантинизации свежезамороженной плазмы» определено, что срок хранения плазмы в карантине не должен превышать 1 год, а в последующем СЗП может быть выдана в лечебную сеть.
Таким образом, базисная схема сохранила остаточный риск инфицирования по клеточным средам и плазме доноров, не явившихся на повторное исследование. Тромбомасса, тромбоконцентрат на данном этапе развития трансфузиологии не проходили карантинные мероприятия из-за сложности процедур замораживания и их хранения. Карантинизация эритроцитной массы до настоящего времени не регламентирована соответствующими приказами Минздравсоцразвития, несмотря на наличие соответствующего разрешения на применение размороженных эритроцитов.
Рис. 7. Базисная схема обеспечения безопасности донорской крови
Оптимальная схема обеспечения безопасности донорской крови (рис. 8) включает вирусинактивацию и дополнительные возможности лабораторной диагностики гемотрансмиссивных инфекций. За счет внедрения входного ПЦР-контроля донорской крови оказалось возможным минимизировать остаточный риск инфицирования донорских гемокомпонентов. Обследование методом «real time – ПЦР» позволяет с учетом одновременного экспресс-обследования донора методами ИФА и ПЦР выдавать в лечебную сеть донорские тромбоциты не позже 3 часов после донации.
Внедрение в практику способа инактивации вирусов в плазме крови фотодинамическим методом с последовательным проведением лейкофильтрации и УФО-облучения плазмы, обработанной метиленовым синим, позволяет использовать этот донорский гемокомпонент также в первые несколько часов после плазмодачи.
Рис. 8. Оптимальная схема обеспечения безопасности донорской крови
Вместе с тем изолированное применение этих двух технологий без использования метода карантинизации гемокомпонентов, на наш взгляд, более затратно и не лишено остаточного риска их вирусинфицирования. Как было показано нами ранее, сохраняется остаточный риск инфицирования в образцах гемокомпонентов с ИФА- и ПЦР-отрицательными пробами на ВИЧ. По данным мировой литературы известны случаи заражения гепатитом С при гемотрансфузии от ПЦР-отрицательного на гемотрансмиссивные пробы донора. Более того, технология плазменной вирусинактивации не позволяет проводить данную процедуру в донорских клеточных средах.
В нашей оптимальной схеме совмещены достоинства параллельной карантинизации плазмы и эритроцитов, а также инактивации вирусов фотодинамическим методом в СЗП от доноров, не прошедших процедуру карантинизации. Таким образом, менее затратная технология карантинизации позволяет дополнительно сохранить для выдачи в лечебную сеть и заводы до 30% вирус-безопасных образцов.
Проведенный нами финансовый расчет показал, что себестоимость одного некарантинизированного, проверенного ИФА- и ПЦР-методами донорского образца крови, составляет 3500 руб. Карантинизированный образец стоит 3700 руб. Обследованный теми же методами образец плазмы, прошедший УФО-вирусинактивацию, стоит уже 32000 руб. В этой связи использование предложенной схемы является, на наш взгляд, оптимальным с экономической и клинической точки зрения по соотношению «цена – качество».
Минимальный остаточный риск инфицирования в данной схеме возможен, на наш взгляд, в клеточных донорских средах по гемотрансмиссивным инфекциям, не обеспеченным соответствующими лабораторными диагностиками. Таким образом, очевидно, что представленная схема будет расширена за счет перечня лабораторных проб на вирус Эпштейн-Барр и других известных возбудителей.
ВЫВОДЫ
Первичный инфекционный брак донорской крови в Алтайском крае составил в целом 4,64%. В структуре брака в 49% выявлены маркеры гепатита С; маркеры гепатита В, сифилиса и ВИЧ обнаружены соответственно в 26, 24 и 1% случаев.
Карантинизация крови позволяет выявить дополнительно 1,5% инфицированных доноров, успешно прошедших первичную диагностику. В структуре уничтоженных образцов вторичного брака в 49% случаев обнаружены маркеры гепатита С, маркеры гепатита В – в 32%, сифилиса – в 16%, и ВИЧ – в 3% случаев.
Использование технологии параллельной карантинизации компонентов донорской крови существенно снижает гемотрансфузионный риск в сравнении с однокомпонентной карантинизацией плазмы. При карантинизации эритромассы дополнительно выявлено и не допущено в лечебную сеть 1,9% эритроцитсодержащих образцов от потенциально зараженных доноров.
Срок карантина крови в 6 месяцев значительно увеличивает его эффективность против 3-месячного хранения гемокомпонентов. При этом с 4-го по 6-й месяц карантина дополнительно выявляется не менее 25% маркеров гемотрансмиссивных инфекций.
Использование ПЦР-скрининга на маркеры гемотрансмиссивных инфекций для определения вирусной контаминации образцов крови позволяет значительно снижать остаточный риск посттрансфузионного инфицирования реципиентов за счет сокращения периода серонегативного окна.
Показаниями к применению дорогостоящей технологии вирусинактивации инфекционных патогенов в донорской плазме служат случаи невозможности использования карантинизации либо завершения этой процедуры.
Оптимизация схемы промышленного обеспечения инфекционной безопасности донорской крови должна включать входной ПЦР-контроль, параллельную карантинизацию гемокомпонентов и вирусную инактивацию патогенов плазмы крови.
ПРАКТИЧЕСКИЕ РЕКОМЕНДАЦИИ
Для обеспечения вирус-безопасности гемотрансфузий необходимо проводить карантинизацию максимально возможного объема плазмы и эритроцитов.
Для повышения эффективности карантинизации гемокомпонентов рекомендуется 6-месячный срок.
При невозможности завершения процедуры карантинизации целесообразно проводить ПЦР-диагностику не прошедших карантин образцов крови.
В качестве индикатора зараженности донорской популяции необходимо у всех доноров проверять уровень АЛТ.
Создание единого донорского центра, ориентация на систему многократных плазмадач и кроводач с карантинным хранением гемокомпонентов позволят существенно снизить частоту донаций от потенциально инфицированных доноров.
СПИСОК РАБОТ, ОПУБЛИКОВАННЫХ ПО ТЕМЕ ДИССЕРТАЦИИ
Елыкомов, И.В. Карантинизация донорской плазмы и эритроцитов на Алтайской краевой станции переливания крови (5-летний опыт) / И.В. Елыкомов, В.А. Елыкомов, Т.А. Зяблицкая, И.И. Колмогорова // Здравоохранение и медицинская техника. – 2004. – №8. – С. 10–12.
Елыкомов, И.В. Карантинизация донорской плазмы и эритроцитов в службе крови Алтайского края (семилетний опыт) / И.В. Елыкомов // Сборник материалов 62-й Всероссийской научно-практической конференции молодых ученых и студентов. – Екатеринбург, 2007. – С. 31–32.
Елыкомов, И.В. Система вирусной безопасности гемотрансфузий / И.В. Елыкомов, И.Ю. Елыкомова // Вестник первой областной клинической больницы. – Вып. 22. – №2–3. – Екатеринбург, 2008. – С. 26–29.
Елыкомов, И.В. Система вирус-безопасности гемотрансфузий в Алтайском крае / И.В. Елыкомов, В.А. Елыкомов // Вестник уральской медицинской академической науки. – 2009. – №1(23). – С. 7–11.
Елыкомов, И.В. Ранние ишемические инсульты и гематогенные тромбофилии : методическое пособие для врачей / И.В. Елыкомов, А.П. Момот, Л.П. Цывкина и др. – Барнаул, 2009. – 58 с.
СПИСОК ИСПОЛЬЗУЕМЫХ В ДИССЕРТАЦИИ СОКРАЩЕНИЙ
| АЛТ – аланинаминотрансфераза ВГВ – вирусный гепатит В ВГС – вирусный гепатит С ВИЧ – вирус иммунодефицита человека ДНК – дезоксирибонуклеиновая кислота ИФА – иммуноферментный анализ ЛПУ – лечебно-профилактическое учреждение ПЦР – полимеразная цепная реакция РНК – рибонуклеиновая кислота | СЗП – свежезамороженная плазма СПК – станция переливания крови СПИД – синдром приобретенного иммунодефицита УФО – ультрафиолетовое облучение ЭМ – эритроцитная масса NAT – метод амплификации нуклеиновых кислот ПТГ– посттрансфузионный гепатит ГС – геморрагический синдром |
___________________________________________________________
Подписано в печать 14.01.2010. Формат 60х84 1/16
Усл. печ. л. 1,1. Тираж 100 экз. Заказ №13.
Типография Алтайского государственного университета:
656049, Барнаул, ул. Димитрова, 66